Oxidation-Fermentation Test on Bacteria for at finde ud af deres evne til at udnytte glucose (med figur)

Oxidations-fermentationstest på bakterier for at finde ud af deres evne til at anvende glucose aerobt (oxidativt) eller anaerobt (fermentativt)!

Princip:

Nogle bakterier har evnen til at udnytte glukose. Nogle af dem bruger det kun i nærværelse af ilt (ox dativt eller aerobt), mens de andre ud over at anvende aerobt også kan udnytte det i fravær af ilt (fermentativt eller anaerobt).

Således må en bakterie, der er i stand til at fermentere glukose, være i stand til at oxidere den, men en bakterie der er i stand til at oxidere glukose, kan ikke fermentere det. Hvis glucose anvendes på begge måder, produceres syre, hvilket reducerer pH, der ændrer farven på bromocresol lilla fra lilla til gul.

I oxidations-fermentationstesten (O / F-test) dyrkes testbakterierne aerobt og anaerobt separat, i halvfaste agarrør indeholdende glucose og bromocresolpurpur. Hvis bakterierne har evnen til at udnytte glukose, ændres mediet i farve fra lilla til gul. Hvis det bruger aerobt glucose, er det oxidativt, og hvis det anaerobt glucose anvender det fermenterende.

Materialer krævet:

Testrør, konisk kolbe, bomuldspropper, inokuleringssløjfe, autoklave, bunsenbrænder, laminarflowkammer, kassér krukke, inkubator, Hugh-Leif-son glucosebæger, flydende paraffin, isolerede kolonier eller rene bakteriekulturer.

Procedure:

1. Ingredienserne i Hugh-Leifson-glucosebølgemedium (HLGB) (indeholdende glucose og bromcresolpulver som hovedkomponenter) eller dets færdige pulver, der kræves til 100 ml af bouillon, vejes og opløses i 100 ml destilleret vand i en 250 ml konisk kolbe ved omrystning og hvirvling (Figur 7.9).

2. pH-værdien bestemmes ved anvendelse af et pH-papir eller en pH-meter og justeres til 7, 4 ved anvendelse af 0, 1 N HCI, hvis det er mere eller ved anvendelse af 0, 1 N NaOH, hvis det er mindre.

3. Efter justering af pH tilsættes agar. Mindre agar bruges her for at få et halvfast medium for at lette stablen.

4. Kolben opvarmes for at opløse agaret i mediet fuldstændigt.

5. Før det størkner, fordeles mediet i varm smeltet tilstand i to sæt prøverør (ca. 5 ml hver); hvert sæt har fem reagensglas.

6. Testrørene er bomuldstoppede, dækket med håndværkspapir og bundet med tråd eller gummibånd.

7. Væskenørene steriliseres ved 121 ° C (15 psi tryk) i 15 minutter i en autoklav.

8. Væskenørene får lov at afkøle til stuetemperatur.

9. Flydende paraffin steriliseres ved opvarmning ved 180 ° C i 3 timer i en varmluftsovn.

10. Testbakterierne inokuleres aseptisk, fortrinsvis i et laminært strømningskammer, i alle de steriliserede halvfaste bouillonrør ved at stikke ved hjælp af en flamme-steriliseret inokuleringssløjfe. Sløjfen steriliseres efter hver inokulation.

11. Den steriliserede flydende paraffin hældes forsigtigt aseptisk i et sæt inokulerede rør (ca. 1 cm højt på mediet) for at tilvejebringe anaerob tilstand.

12. Alle de inokulerede bouillonrør inkuberes ved 37 ° C i 24 timer i en inkubator.